Sabiia Seb
PortuguêsEspañolEnglish
Embrapa
        Busca avançada

Botão Atualizar


Botão Atualizar

Registro completo
Provedor de dados:  OceanDocs
País:  Belgium
Título:  Validación y estandarización de una técnica para biopsia ovárica en el pargo flamenco, Lutjanus guttatus (Steindachner, 1869)
Autores:  Alvarez-Lajonchère, L.
Ibarra-Zatarain, Z.
Ibarra-Castro, L.
Data:  2013-07-19
Ano:  2013
Palavras-chave:  Tests
Sampling (biological)
Resumo:  Se estudió la estandarización y validación de una técnica de biopsia para la evaluación del desarrollo ovárico del pargo flamenco, Lutjanus guttatus (Steindachner, 1869). Ovocitos en diferentes estadios estaban presentes a lo largo de los ovarios. Los ovocitos vitelogénicos se distinguen por su opacidad bajo luz trasmitida. Los diámetros deben ser medidos dentro de las primeras 36 h después de su fijación en una solución de formalina al 1 % en 0,9 % de NaCl, antes de que su citoplasma sea clareado con solución Serra, para evitar distorsiones. Los ovocitos vitelogénicos mostraron una distribución de frecuencias de sus diámetros con una sola moda y sus medias no fueron significativamente diferentes entre los ovarios derecho e izquierdo (P > 0,05), y se incrementó significativamente de las regiones anterior a posterior (P > 0,05). Se calculó un tamaño de muestra de 50 ovocitos vitelogénicos tardíos para los estimados de los diámetros medios. Los análisis estadísticos de los ovocitos obtenidos con cánula in vivo no fueron diferentes significativamente de muestras duplicadas in vitro, así como de muestras pareadas in vivo, de la misma región ovárica (P > 0,05). Los estimados del coeficiente de variación corregidos para sesgos (P < 0,05) de cinco hembras fueron 1,10 ± 0,27 a 1,20 ± 0,30. Los resultados del presente estudio aportaron información exacta y precisa sobre el desarrollo ovárico para la selección de reproductores en experimentos de inducción del desove.
Tipo:  Journal Contribution
Idioma:  Espanhol
Identificador:  Revista de Investigaciones Marinas, 33 (1), p. 71-78

1991-6089

http://hdl.handle.net/1834/4927
Relação:  Alvarez-Lajonchère, L., Berdayes Arritola, J., Díaz Bellido, S.J., Laiz Averhoff, O. (1983) Método de muestreo in vivo de ovocitos intraováricos en las lisas Mugil liza y M. curema (Pisces, Mugilidae) y en el patao Eugerres brasilianus (Pisces, Gerreidae). Rev. Latinoam. Acuicult. 18, 27-38. Alvarez-Lajonchère, L., Pérez Sánchez, L., Hernández Molejón, O.G. (1991) Primeros resultados positivos en experimentos de desove inducido de la rabirrubia, Ocyurus chrysurus (Bloch) en Cuba. Rev. Cub. Invest. Pesq. 16, 49-58. Alvarez-Lajonchère, L., Guerrero Tortolero, D., Pérez Urbiola, J.C. (2001) Validation of an ovarian biopsy method in a sea bass, Centropomus medius Günther. Aquacult. Res. 32, 379-384. Berlinsky, D.L., King, W., Smith, T.I.J., Hamilton, R.D., Holloway, J., Sullivan, C.V. (1996) Induced ovulation of Southern flounder Paralichthys lethostigma using gonadotropin releasing hormone analogue implants. J. World Aquacult. Soc. 27, 143-152. Beumer, J.P. (1979) Reproductive cycles of two Australian freshwater fishes: the spangled perch, Therapon unicolor Gunther, 1859, and the east Queensland rainbowfish, Nematocentris splendida Peters, 1866. J. Fish Biol. 15, 111–134 Coward, K., Bromage, N.R. (2001) Stereological vali- dation of ovarian biopsy as a means of inves- tigating ovarian condition in broodstock tilapia in vivo. Aquaculture 195, 183-188. Crim, L.W., Glebe, B.D. (1990) Reproduction. In C.B. Shreck and P.B. Moyle, (Eds), Methods for fish biology (pp. 529-553). Bethesda: American Fisheries Society. Cruz-Romero, M., Chavez, E.A., Espino, E., Garcia, A. (1996) Assessment of a snapper complex (Lutjanus spp.) of the eastern tropical Pacific. In (F. Arregüin-Sánchez, J.L. Munro, M.C. Balgos and D. Pauly (Eds.) Biology and culture of tropical groupers and snappers (pp. 331- 337), ICLARM Conference Proceedings 48. Emata, A.C. (2003) Reproductive performance in induced and spontaneous spawning of the 7 mangrove red snapper, Lutjanus argentimaculatus: a potential candidate spe- cies for sustained aquaculture. Aquacult. Res. 34, 849-857. Ferraz, E.M., Alvarez-Lajonchère, L., Cerqueira, V.R., Candido, S. (2004) Validation of an ovarian biopsy method for monitoring oocyte development in the fat snook, Centropomus parallelus Poey, 1860 in captivity. Braz. Arch. Biol. Technol. 47, 643-648. Franscescon, A., Barbaro, A., Belvedere, P., Bozzato, G., Cavalloni, B., Cardellini, E., Antonini, G.F. (1992) Quick assessment in vivo of ovarian maturity in the gilthead sea bream (Sparus aurata L.). Rev. Ital. Acquacolt. 27, 45-54. Garcia, LMaB (1989) Development of an ovarian biopsy technique in the sea bass, Lates calcarifer (Bloch). Aquaculture 77, 97-102. Grimes, C.B. (1987) Reproductive biology of the Lutjanidae: a review. In J.J. Polovina, S. Ralston, (Eds.),Tropical Snappers and Grou- pers. Biology and Fisheries Management (pp. 239-294). Boulder, Colorado: Westview Press. Harvey, B., Carolsfeld, J. (1993) Induced breeding in tropical fish culture. International Develop- ment Research Centre, Ottawa, Canada, 144 pp. Ibarra-Castro, L., Alvarez-Lajonchère, L. (2009) An improved induced-spawning protocol for spotted rose snapper Lutjanus guttatus. Israeli Journ. Aquacult – Bamidgeh 61, 121- 133. Ibarra-Castro, L., Alvarez-Lajonchère, L. (2011) GnRHa-induced multiple spawns and volition spawning of captive spotted rose snapper, Lutjanus guttatus, at Mazatlan, Mexico. J. World Aquacult. Soc. 42, 564-574. Ibarra-Castro, L., Duncan, N.J. (2007) GnRHa-indu- ced spawning of wild-caught spotted rose snapper Lutjanus guttatus. Aquaculture 272, 737-746. Kuo, C-M., Nash, C.E., Shehadeh, Z.H. (1974) A procedural guide to induce spawning in grey mullet (Mugil cephalus L.). Aquaculture 3, 1- 14. Larsson, D.G.J., Mylonas, C.C., Zohar, Y., Crim, L.W. (1997) Gonadotropin-releasing hormone analogue (Ngr.-A) induces multiple ovu- lations of high-quality eggs in a cold-water, batch-spawning teleost, the yellowtail floun- der (Pleuronectes ferrugineus). Can. Jour. Fish. Aquacult. Sci. 54, 1957-1964. Makeeva, A.P., Emel’yanova, N.G., Verigin, V.B. (1988) Quality of eggs produced by Hypoththalmichthys molitrix, Aristichthys nobilis, and Ctenopharyngodon idella under artificial culture. Jour. Ichthyol. 28, 48-61. Markmann, C., Doroshov, S.I. (1983) Ovarian catheterization of the channel catfish, Ictalurus punctatus. Aquaculture 35, 163- 169. Mayer, I., Shackley, S.E., Ryland, J.S. (1988) Aspects of the reproductive biology of the bass, Dicentrarchus labrax L. I. An histo- logical and histochemical study of oocyte development. J. Fish Biol. 33, 609-622. Mylonas, C.C., Magnus, Y., Gissis, A., Klebanov, Y., Zohar, Y. (1996) Application of controlled release, GnRHa-delivery systems in com- mercial production of white bass X striped bass hybrids (sunshine bass), using captive broodstocks. Aquaculture 140, 265-280. Mylonas, C.C., Woods, L.C., Zohar, Y. (1997) Cyto- histological examination of post-vitellogenesis and final oocyte maturation in captive-reared striped bass. J. Fish Biol. 50, 34-49. Rodriguez, M., Garza, G. (1986) Biopsia ovárica por canulación, método eficiente para evaluar la madurez de las hembras de Cyprinus carpio. Rev. Latinoam. Acuicult. 38, 83-90. Rottmann, R.W., Shireman, J.V., Chapman, F.A. (1991) Determining sexual maturity of broodstock for induced spawning of fish. SRAC Publ. 423, 1-4. Schipp, G., Bosmans, J., Humphrey, J. (2007) Barramundi Farming Handbook. Department of Primary Industry, Fisheries and Mines, Northern Territory Government, 71 pp. Shehadeh, Z.H. (1975) Induced breeding techniques - a review of progress and problems. In Workshop on Controlled Reproduction of Cultivated Fishes. Europ. Inld Fish. Adv. Coun. Tech. Pap. 25, 72-89. Shehadeh, Z.H., Kuo C-M., Milisen, K.K. (1973) Validation of an in vivo method for moni- toring ovarian development in the grey mullet (Mugil cephalus L.). J. Fish Biol. 5, 489-496. Shelton, W.L. (1989) Management of finfish reproduction for aquaculture. CRC Crit. Rev. Aquat Sci. 1, 497-535. Sokal, R.R., Rohlf, F.J. (1995) Biometry: the principles and practice of statistics in biolo- gical research. 3rd edition. W. H. Freeman and Co., New York, 887 pp. Stoeckel, J.N., Neves, R.J. (1992) Comparison of methods for viewing the germinal vesicle in fish oocytes. Progr. Fish-Cult. 54, 115-118. Sundararaj, B.I. (1981) Reproductive physiology of teleost fishes. A review of present knowledge and needs for future research. ADCP/REP/81/16. Tamaru, C.S., Lee, C.S., Kelley, C.D., Banno, J.E., Ha, P.Y., Aida, K., Hanyu, I. (1988) Characterizing the stage of maturity most receptive to an acute LHRH-analogue the- rapy for inducing milkfish (Chanos chanos) to spawn. Aquaculture 74, 147-163. Thomas ,P., Copeland, P.A., Prentice, J.A. (1994) Preliminary observations on the reproductive physiology of female Orangemouth corvine in captivity. J. World Aquacult. Soc. 25, 214- 224. Wallace, R.A., Selman, K. (1981) Cellular and dynamic aspects of oocyte growth in teleosts. Am. Zool. 21, 325-343. Yaron, Z. (1995) Endocrine control of gametogenesis and spawning induction in the carp. Aquaculture 129, 49-73.
Direitos:  http://creativecommons.org/licenses/by-nc/3.0/
Fechar
 

Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária - Embrapa
Todos os direitos reservados, conforme Lei n° 9.610
Política de Privacidade
Área restrita

Embrapa
Parque Estação Biológica - PqEB s/n°
Brasília, DF - Brasil - CEP 70770-901
Fone: (61) 3448-4433 - Fax: (61) 3448-4890 / 3448-4891 SAC: https://www.embrapa.br/fale-conosco

Valid HTML 4.01 Transitional